Розподіл клітин L929 за трансмембранним потенціалом у суспензії до та після заморожування
Ключові слова:
клітини L929, трансмембранний потенціал, клітинний цикл, адгезія, заморожуванняАнотація
У роботі визначено розподіл за трансмембранним потенціалом клітин L929 у культивованій суспензії та після заморожування. Показано, що у контрольній суспензії клітини знаходяться у різних фазах клітинного циклу: більша частка клітин (82 %) — у гіперполяризованому стані різного ступеню (G1 та S-фази), і лише незначна їх частка (~7 %) перебуває у стадії поділу і має низьке значення трансмембранного потенціалу (деполяризовані клітини). Заморожування суспензії клітин L929 за стандартним протоколом (10% ДМСО, швидкість охолодження 1 °С/хв до −80 °С із подальшим зануренням у рідкий азот) практично не змінює частку клітин у гіперполяризованому стані. Водночас зникає фракція клітин у деполяризованому стані. Очевидно, що клітини, які перебувають у стадії поділу, є більш чутливими до кріопошкодження. Заморожування суспензії клітин L929 зі зниженою концентрацією ДМСО (5%) призводить до значного зменшення частки клітин у гіперполяризованому стані та суттєвого зменшення їхньої здатності до адгезії.
Probl Cryobiol Cryomed. 2026; 36(2): 95—105
Посилання
Adams DS, Levin M. Strategies and techniques for investigation of biophysical signals in patterning. In: Whitman M, Sater AK, editors. Analysis of growth factor signaling in embryos. Boca Raton: CRC Press; 2006. p. 177-262.
Assoian RK, Schwartz MA. Coordinate signaling by integrins and receptor tyrosine kinases in the regulation of G1 phase cell-cycle progression. Curr Opin Genet Dev. 2001; 11(1): 48-53. CrossRef
Ataullakhanov FI, Martinov MV, Shi Q, Vitvitsky VM. Significance of two transmembrane ion gradients for human erythrocyte volume stabilization. PLoS ONE. [Internet]. 2022 Dec 21 [cited 2026 Apr 20]; 17(12): e0272675. Available from: https://journals.plos.org/plosone/article?id=10.1371/journal.pone.0272675 CrossRef
Balach MM, Casale CH, Campetelli AN. Erythrocyte plasma membrane potential: past and current methods for its measurement. Biophys Rev. 2019; 11(6):995-1005. CrossRef
Bancila V, Nikonenko I, Dunant Y, Bloc A. Zinc inhibits glutamate release via activation of presynaptic KATP channels and reduces ischaemic damage in rat hippocampus. J Neurochem. 2004; 90(5): 1243-50. CrossRef
Bankers-Fulbright JL, Gleich GJ, Kephart GM, et al. Regulation of eosinophil membrane depolarization during NADPH oxidase. J Cell Sci. 2003; 116(Pt 15): 3221-6. CrossRef
Barghouth PG, Thiruvalluvan M, Oviedo NJ. Bioelectrical regulation of cell cycle and the planarian model system. Biochim Biophys Acta, 2015; 1848(10 Pt B): 2629-37. CrossRef
Binggeli R, Weinstein RC. Membrane potentials and sodium channels: Hypotheses for growth regulation and cancer formation based on changes in sodium channels and gap junctions. J Theor Biol. 1986; 123(4): 377-401. CrossRef
Blackiston DJ, McLaughlin KA, Levin M. Bioelectric controls of cell proliferation: ion channels, membrane voltage and the cell cycle. Cell Cycle. 2009; 8(21): 3527-36. CrossRef
Bordey A, Sontheimer H. Postnatal development of ionic currents in rat hippocampal astrocytes in situ. J Neurophysiol. 1997; 78(1): 461-77. CrossRef
Brauner T, Holser DF, Strasser RJ. Comparative measurements of membrane potentials with microelectrodes and voltage-sensitive dyes. Biochim Biophys Acta. 1984; 771(2): 208-16. CrossRef
Chifflet S, Hernandez JA, Grasso S. A possible role for membrane depolarization in epithelial wound healing. Am J Physiol Cell Physiol. 2005; 288(6): 1420-30. CrossRef
Cohen LB, Keynes, RD, Hille B. Light scattering and birefringence changes during nerve activity. Nature. 1968; 218(5149): 438-41. CrossRef
Cone CD Jr., Tongier M Jr. Contact inhibition of division: Involvement of the electrical transmembrane potential. J Cell Physiol, 1973; 82(3): 373-86. CrossRef
Defrise-Quertain F, Fraser-L'Hostis C, Coral D, Deshusses J. Kinetic study of the plasma-membrane potential in procyclic and bloodstream forms of Trypanosoma brucei using the fluorescent probe bisoxonol. Biochem J. 1996; 314(Pt 2): 595-601. CrossRef
Deng XL, Lau CP, Lai K, et al. Cell cycle-dependent expression of potassium channels and cell proliferation in rat mesenchymal stem cells from bone marrow. Cell Prolif. 2007; 40(5): 656-70. CrossRef
Dubois JM, Rouzaire-Dubois B. Role of potassium channels in mitogenesis. Prog Biophys Mol Biol. 1993; 59(1): 1-21. CrossRef
Emri M, Balkay L, Krasznai Z, et al. Wide applicability of a flow cytometric assay to measure absolute membrane potentials on the millivolt scale. Eur Biophys J. 1998; 28: 78-83. CrossRef
Hamill OP, Marty A, Neher E, et al. Improved patch clamp techniques for high-resolution current recording from cells and cell-free membrane patches. Pflugers Arch. 1981; 391(2): 85-100. CrossRef
Hosoi S, Slayman CL. Membrane voltage, resistance, and channel switching in isolated mouse fibroblasts (L cells): a patch-electrode analysis. J Physiol. 1985; 367: 267-90. CrossRef
Jones MC, Askari JA, Humphries JD, Humphries MJ. Cell adhesion is regulated by CDK1 during the cell cycle. J Cell Biol. 2018; 217(9): 3203-18. CrossRef
Jones MJ, Jones MC. Cell cycle control by cell-matrix interactions. Curr Opin Cell Biol. [Internet]. 2023 Dec 5 [cited 2026 Apr 20]; 86: 102288; Available from: https://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0955067423001370 CrossRef
Jones MC, Zha J, Humphries MJ. Connections between the cell cycle, cell adhesion and the cytoskeleton. Philos Trans R Soc Lond B Biol Sci. [Internet]. 2019 Jul 1 [cited 2026 Apr 20]; 374(1779): 20180227. Available from: https://royalsocietypublishing.org/rstb/article/374/1779/20180227/42314/Connections-between-the-cell-cycle-cell-adhesion CrossRef
Kamranvar SA, Rani B, Johansson S. Cell cycle regulation by integrin-mediated adhesion. Cells. [Internet]. 2022 Aug 14 [cited 2026 Apr 20]; 11(16): 2521. Available from: https://www.mdpi.com/2073-4409/11/16/2521 CrossRef
Konig S, Hinard V, Arnaudeau S, et al. Membrane hyperpolarization triggers myogenin and myocyte enhancer factor-2 expression during human myoblast differentiation. J Biol Chem. 2004; 279(27): 28187-96. CrossRef
Kopper KL, Adorante JS. Regulation of intracellular calcium in N1E-115 neuroblastoma cells: The role of Na+/Ca2+ exchange. Am J Physiol Cell Physiol. 2002; 282(5): 1000-8. CrossRef
Krasznai Z, Marian T, Balkay L, et al. Flow cytometric determination of absolute membrane potential of cells. J Photochem Photobiol B: Biol. 1995; 28(1): 93-9. CrossRef
Krötz F, Riexinger T, Buerkle T.M. Membrane-potential-dependent inhibition of platelet adhesion to endothelial cells by epoxyeicosatrienoic acids. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 2004; 24(3): 595-600. CrossRef
Langheinrich U, Daut J. Hyperpolarization of isolated capillaries from guinea-pig heart induced by K+ channel openers and glucose deprivation. J Physiol. 1997; 502(Pt 2): 397-408. CrossRef
Laris PC, Pershadsingh HA, Johnstone RM. Monitoring membrane potentials in Erhlich ascites tumor cells by means of a fluorescent dye. Biochim Biophys Acta, 1976; 436(2): 475-88. CrossRef
Lew VL. The circulatory dynamics of human red blood cell homeostasis: Oxy-deoxy and PIEZO1-triggered changes, Biophys J. 2023; 122(3): 484-95. CrossRef
Li GR, Deng XL, Sun H, et al. Ion channels in mesenchymal stem cells from rat bone marrow. Stem Cells, 2006; 24(6): 1519-28. CrossRef
MacFarlane SN, Sontheimer H. Changes in ion channel expression accompany cell cycle progression of spinal cord astrocytes. GLIA, 2000; 30(1): 39-48. CrossRef
Maric D, Maric I, Smith SV, et al. Potentiometric study of resting potential, contributing K channels and the onset of Na channel excitability in embryonic rat cortical cells. Eur J Neurosci. 1998; 10(8): 2532-46. CrossRef
McKinney LC, Gallin EK. Effect of adherence, cell morphology, and lipopolysaccharide on potassium conductance and passive membrane properties of murine macrophage J774.1 cells. J Membr Biol. 1990; 116(1): 47-56. CrossRef
Mauritz JMA, Seear R, Esposito A, et al. X-Ray microanalysis investigation of the changes in Na, K, and hemoglobin concentration in plasmodium falciparum-infected red blood cells. Biophys J. 2011; 100(6): 1438-45. CrossRef
Nebe B, Kunz F, Peters A, et al. Induction of apoptosis by the calcium antagonist mibefradil correlates with depolarization of the membrane potential and decreased integrin expression in human lens epithelial cells. Graefes Arch Clin Exp Ophthalmol. 2004; 242(7): 597-604. CrossRef
Newell EW, Schlichter LC. Integration of K and Cl currents regulate steady-state and dynamic membrane potentials in cultured rat microglia. J Physiol. 2005; 567(Pt 3): 869- 90. CrossRef
Rani B, Gupta DK, Johansson S, Kamranvar SA. Contribution of integrin adhesion to cytokinetic abscission and genomic integrity. Front Cell Dev Biol. [Internet]. 2022 Dec 12 [cited 2026 Apr 20]; 10: 1048717. Available from: https://www.frontiersin.org/journals/cell-and-developmental-biology/articles/10.3389/fcell.2022.1048717/full CrossRef
Ransom CB, Sontheimer H. Biophysical and pharmacological characterization of inwardly rectifying K+ currents in rat spinal cord astrocytes. J Neurophysiol. 1995; 73(1): 333-46. CrossRef
RevinVV, Gromova NV, Revina ES, at al. Study of the structure, oxygen-transporting functions, and ionic composition of erythrocytes at vascular diseases. Biomed Res Int. [Internet]. 2015 Oct 27 [cited 2026 Apr 20]; 2015: 973973. Available from: https://onlinelibrary.wiley.com/doi/10.1155/2015/973973 CrossRef
Schwartz MA, Assoian RK. Integrins and cell proliferation: Regulation of cyclin-dependent kinases via cytoplasmic signaling pathways. J Cell Sci. 2001; 114(Pt 14): 2553-60. CrossRef
Seidl J, Knuechel R, Kunz-Schughart LA. Evaluation of membrane physiology following fluorescence activated or magnetic cell separation. Cytometry, 1999; 36(2): 102-11. CrossRef
Sudsiri CJ, Ritchie RJ. Influence of Na+ disorder on cytoplasmic conductivity and cellular electromagnetic (EM) energy absorption of human erythrocytes. (PONE-D-21-36089). PLOS ONE. [Internet]. 2023 Feb 23 [cited 2026 Apr 20]; 18(2): e0277044. Available from: https://journals.plos.org/plosone/article?id=10.1371/journal.pone.0277044 CrossRef
Sundelacruz S, Levin M, Kaplan DL. Role of membrane potential in the regulation of cell proliferation and differentiation. Stem Cell Rev Rep. 2009; 5(3): 231-46. CrossRef
Szaszi K, Sirokmany G, Di Ciano-Oliveira C, et al. Depolarization induces Rho-Rho kinase-mediated myosin light chain phosphorylation in kidney tubular cells. Am J Physiol Cell Physiol. 2005; 289(3): 673-85. CrossRef
Wonderlin WF, Strobl JS. Potassium channels, proliferation and G1 progression. J Membr Biol. 1996; 154(2): 91-107. CrossRef
Yasuda T, Bartlett PF, Adams DJ. Kir and Kv channels regulate electrical properties and proliferation of adult neural precursor cells. Mol Cell Neurosci. 2008; 37(2): 284-97. CrossRef
Опубліковано
Як цитувати
Номер
Розділ
Ліцензія
Ця робота ліцензується відповідно до Creative Commons Attribution 4.0 International License.
Автори, які публікуються у цьому журналі, погоджуються з наступними умовами:
- Автори залишають за собою право на авторство своєї роботи та передають журналу право першої публікації цієї роботи на умовах ліцензії Creative Commons Attribution License, котра дозволяє іншим особам вільно розповсюджувати опубліковану роботу з обов'язковим посиланням на авторів оригінальної роботи та першу публікацію роботи у цьому журналі.
- Автори мають право укладати самостійні додаткові угоди щодо неексклюзивного розповсюдження роботи у тому вигляді, в якому вона була опублікована цим журналом (наприклад, розміщувати роботу в електронному сховищі установи або публікувати у складі монографії), за умови збереження посилання на першу публікацію роботи у цьому журналі.
- Політика журналу дозволяє і заохочує розміщення авторами в мережі Інтернет (наприклад, у сховищах установ або на особистих веб-сайтах) рукопису роботи, як до подання цього рукопису до редакції, так і під час його редакційного опрацювання, оскільки це сприяє виникненню продуктивної наукової дискусії та позитивно позначається на оперативності та динаміці цитування опублікованої роботи (див. The Effect of Open Access).
